Реферат на тему:

Біотехнологія відтворення сільськогосподарських тварин

Втручання людини в процес розмноження тварин призвело до запровадження
у ветеринарній практиці та сільському господарстві біотехнологічних
методів (штучного осіменіння, трансплантації ембріонів, довготривалого
збереження сперми та зародків, клонування, запліднення яйцеклітин і
культивування in vitrо, отримання трансгенних тварин тощо). Це дозволяє
вирішити ряд проблем, пов’язаних із подоланням неплідності,
профілактикою захворювань, збереженням видів і порід, селекційним
процесом, що має на меті отримання тварин з новими продуктивними
властивостями та підвищення продуктивності сільськогосподарських тварин.
Найбільшого практичного значення в Україні в галузі тваринництва набули
методи штучного осіменіння та трансплантації ембріонів.

Розробка нехірургічного методу трансплантації значно знизила затрати на
її проведення, інтенсифікувала наукові дослідження з метою вдосконалення
методу та сприяла виникненню нових напрямків у біології відтворення, які
без трансплантації не могли б знайти практичного втілення. Серед них
слід назвати кріоконсервацію ембріонів і ооцитів, культивування і
запліднення ооцитів in vitro, культивування ембріонів in vitro,
визначення статі ембріонів, а також отримання трансгенних тварин.
Розвиток цих напрямів нерозривно пов?язаний з досягненнями біологічних
наук, особливо таких як генетика, експериментальна ембріологія,
молекулярна біологія, фізіологія, кріобіологія та інших.

Нині метод трансплантації є ключовою ланкою біотехнології відтворення в
тваринництві, науки, що розробляє методи прискореного розмноження
існуючих і створення нових генотипів із заданими властивостями не
характерними для даного виду тварин. Головними напрямками біотехнології
відтворення є клітинна інженерія, в основі якої знаходиться
культивування in vitro клітин та ембріонів і генетична інженерія, яка
направлена на одержання трансгенних тварин завдяки конструюванню in
vitro рекомбінантних ДНК, клонуванню генів, та введенню чужорідної ДНК в
геном зиготи.

В Україні метод трансплантації ембріонів в основному застосовується в
генетичних і селекційних програмах. Нині метод трансплантації органічно
вписується у великомасштабну селекційну роботу, в якій особливе значення
має роль бугаїв-плідників у покращенні популяції скота. Підраховано
(Иогансон И., 1966), що генетичне покращення продуктивності в молочному
скотарстві на 76 % залежить від відбору молодих бугаїв за результатами
оцінки їх батьків і тільки на 33% — від відбору за продуктивністю
матерів. Водночас, можливість виявлення особливо цінних бугаїв-плідників
залежить від наявності та племінної оцінки маточного поголів?я.
Об?єднання цих двох методичних прийомів селекції, завдяки одержанню
значної кількості бугайців від генетично цінних корів при трансплантації
ембріонів, дозволяє поліпшити її результативність.

Крім того, метод трансплантації ембріонів має велику цінність для
впровадження таких генетичних програм, як швидке створення цінних родин,
ліній і типів тварин у товарних стадах, розповсюдження в породі
мутантних генів, що підвищують стійкість до захворювань, або, навпаки,
виявлення та видалення рецесивних генів. Метод дозволяє прискорити темпи
селекції в наслідок підвищення частоти зміни поколінь за рахунок
отримання ембріонів від самиць, що не досягли статевої зрілості.

Метод трансплантації дозволяє збільшити м?ясну продуктивність стад
молочного напрямку продуктивності шляхом підсадки ембріонів коровам з
продуктивністю нижче середньої, на 7-8 день після штучного осіменіння і
в результаті збільшує шанс отримати двоє телят. Наприклад, в Ірландії в
такий спосіб отримали 78% двоїнь у фінської худоби проти 2,8% при
природній продуктивності. Інший шлях збільшення кількості двоїнь у стаді
полягає в прискореному розмноженні нащадків від корів, які систематично
приносять двійні.

Для виведення та розведення нових або покращення аборигенних порід
практикують міжнародний обмін тваринами. Використання з цією метою
трансплантації ембріонів дозволяє значно зменшити вартість поголів’я,
яке закуповують, а також придбати найкращий селекційний матеріал. Так, у
1993-1994 рр. Україна закупила заморожені ембріони абердин-ангуської
породи американської селекції. Рівень приживлюваності цих ембріонів у
телиць-реципієнтів у різних господарствах в середньому становив 51%. З
отриманих телят-трансплантантів були сформовані племінні репродуктори
породи. Україна є лідером серед країн СНД за кількістю ембріопересадок
від племінних тварин. За допомогою цього методу отримано понад 3000 тис.
телят-трансплантантів (О.Бугров та ін.,1999) та проведено більше 4000
тис. пересадок в 38 господарствах (В.Мадісон, Л.Мадісон, 1998).

У молочному та м?ясному скотарстві України на підґрунті адаптованих
порід та з використанням більш продуктивних імпортних були виведені та
створюються нові породи. Але породоутворюючий процес призводить до
зменшення поголів’я адаптованих та аборигенних порід, втрати цінних
генів та генетичних поєднань. Саме тому на цьому етапі розвитку
необхідно виділити додаткові кошти для збереження генетичних ресурсів,
тому що в період розквіту генетичної інженерії саме на їх базі будуть
створюватися принципово нові генетичні варіанти. Міжнародною спільнотою
рекомендовано для кожної породи зберігати заморожену сперму не менше 25
неспоріднених плідників та ембріони від не менше 25 варіантів спарювань.

Метод трансплантації складається з двох важливих взаємопов’язаних ланок
біотехнологічного процесу, а саме: стимуляції суперовуляції у донорів та
пересадження ембріонів реципієнтам. Завдяки розробці методів замороження
ембріонів, що дозволяють зберігати їх довготривалий час у рідкому азоті,
кожна з цих ланок має самостійне практичне та економічне значення.

Нині в Україні ембріони для трансплантації одержують, використовуючи
різні методи суперовуляції у донорів. Найбільш поширені схеми індукції
поліовуляції полягають у спільному використанні гонадотропних гормонів
фолікулостимулюючого гормону (ФСГ) та гонадотропіну сироватки жеребних
кобил (ГСЖК) з синтетичними аналогами простагландину F2? (ПГ).

Слід відмітити, що 20-30% тварин не реагують суперовуляцією на екзогенні
гонадотропні гормони, а у 9-13% донорів при поліовуляції не отримують
ембріонів. Спостерігається також різна ефективність стимуляції
суперовуляції у донорів гонадотропними гормонами. ФСГ порівняно з ГСЖК
за всіх рівних умов більш ефективний: за кількістю тварин, які реагують
суперовуляцією, за виходом загальної кількості ембріонів та їх якістю.
Негативний вплив ГСЖК зумовлений більш тривалим періодом (~10 дн.)
напіврозпаду препарату за рахунок наявності в ньому сіалових кислот.
Надлишок ГСЖК нейтралізують введенням антисироватки, що поліпшує
результати суперовуляції. Використання високоочищеного ГСЖК дозволяє
також підвищити результати суперовуляції.

Кількісний вихід придатних до пересадження ембріонів досить мінливий, що
зумовлено рядом факторів, серед яких чільне місце займає якість ФСГ та
його доза. Встановлено, що основним чинником, який визначає якість ФСГ,
є відношення активності ФСГ/ЛГ, підвищений рівень ЛГ викликає у донорів
зниження кількості овуляцій.

У зв’язку з тим, що у тварин екзогенний ФСГ швидко інактивується
печінкою, для підтримання в крові певного рівня гормону його вводять в
організм донора строго з інтервалом 12 годин. Вчені різних країн, в тому
числі й України, працюють над пролонгацією дії екзогенного ФСГ в
організмі донора з метою зменшення кількості ін’єкцій, трудомісткості
методу і впливу стресового фактора. Так, Смолянинов Б.В. із співавторами
(1988) розробили комплексний препарат на основі ФСГ — поліфол,
застосування якого дозволяє у 2,5 рази скоротити кількість ін’єкцій та
тривалість введення гонадотропіну, при чому на 30% збільшується вихід
придатних ембріонів. Запропоновано також препарати пролонгон та
цинк-протамін ФСГ (Осташко Ф.І. та інші, 1990). Однократне комплексне
використання ФСГ у вигляді ліпосомальної емульсії з пролонгованою дією
гонадотропіну також викликає значне збільшення активності функціональних
структур матки, яєчників і яйцепроводів.

Екзогенна гормональна стимуляція поліовуляцяії у корів супроводжується
різким пригніченням гормоноутворення у фолікулостимулюючих
гонадотропоцитах аденогіпофіза, що порушує збіг піків ФСГ і
лютеїнізуючого гормону (ЛГ), а також призводить до зниження продукції
ембріонів. Одночасно після суперовуляції в фолікулах донорів у фазу їх
росту за рахунок збільшення кількості клітин гранульози спостерігається
значно вищий вміст 17?-естрадіолу та прогестерону, ніж у інтактних
тварин.Це означає, що підвищується вміст ферменту ароматази, що може
негативно впливати на процес дозрівання та якість майбутніх яйцеклітин.
Крім того, великий вміст естрогенів у крові зумовлює негативні зміни в
ендометрії матки, що призводить до збільшення втрат ембріонів, тобто
високий рівень суперовуляції часто супроводжується низьким виходом
ембріонів при вимиванні, особливо придатних до пересадження.

Під впливом гонадотропінів активізується також імунна система, про що
свідчить збільшення маси селезінки та синтезу РНК у клітинах лімфоїдних
органів. Тому реакція яєчників корів на введення гонадотропінів багато в
чому визначається станом імунної системи тварин перед гормональною
обробкою. Так, низький рівень суперовуляції спостерігався у корів
одночасно із збільшенням концентрації ?-глобуліну в плазмі крові.
Оптимальною концентрацією імуноглобулінів вважають: IgG1 — 12,7-13,5
мг/мл та IgM -2,5-5 мг/мл.

При використанні загальноприйнятих схем стимуляції суперовуляції ФСГ і
ГСЖК на фоні введення ПГ збільшувалось окислювальне фосфорилювання у
мітохондріях тканин ендометрія серця і печінки та вміст фосфоліпідів у
печінці, яєчниках, жовтих тілах, а також зменшувалась концентрація
холестерину, його ефірів у матці, яєчниках та аскорбінової кислоти в
яєчниках. Відмічене деяке підвищення активності лужної, і особливо
кислої, фосфатаз у ендометрії, ембріотрофі, яєчниках і жовтих тілах.
Хоча під впливом ГСЖК активність фосфатаз у фолікулах не змінюється,
відбувається збільшення вмісту розчинних білків у печінці, нирках,
селезінці, наднирниках, ендометрії і яєчниках.

Варіабельність результатів суперовуляції значною мірою зумовлена станом
обмінних процесів у організмі донорів. Вихід придатних до пересадження
ембріонів у донорів з нормальним обміном був більшим, ніж з порушеним. У
донорів, що не реагували на введення ФСГ або ГСЖК, відмічено порушення
характеру секреції ендогенних статевих стероїдів. За результатами
досліджень для тварин, що негативно реагують на гормональну обробку,
характерною є наявність обмінного ацидозу (лужний резерв — 45,7±1,32
об.%СО2 проти 54,6±2,76 об.% СО2 у позитивно реагуючих), явище затримки
овуляції (концентрація естрадіолу в крові 33,9±12,5 проти 14,1±4,18
пг/мл), порушення обміну ліпідів (вміст загальних ліпідів 4,32±0,35
проти 2,63±0,35 г/л) та транспортування стероїдів (рівень глобулінів
14,6±1,97% проти 21,3±1,70%), а також можливе порушення процесів
фосфорилювання (вміст неорганічного фосфору 2,10±0,24 ммоль/л проти
1,67±0,15) і дефіцит енергетичного забезпечення генеративних процесів у
яєчниках.

У донорів в яєчниках для синтезу стероїдних гормонів і прогестагенів у
жовтому тілі інтенсивно використовуються ліпіди. Під дією ФСГ
відбувається перерозподіл ліпідів, у результаті чого збільшується їх
вміст у матці. Також було встановлено, що ФСГ впливає на рівень
синтетичних і біоенергетичних процесів не тільки в органах-мішенях
(матка, яєчники), а й в екстрагенітальних органах телиць. У плазмі крові
донорів, від яких отримували непридатні ембріони, рівень загального
холестерину, фосфоліпідів та активності фосфатази був низький. Вважають,
що рівень загального холестерину в крові тварин перед гормональною
обробкою може служити критерієм відбору їх у донори, оптимальною є
концентрація холестерину 100-170 мг%.

Про залежність ефективності впливу екзогенних гонадотропних гормонів від
обмінних процесів свідчить необхідність врахування стану білкового
обміну при використанні СЖК за дисфункції яєчників у корів. Найкращий
ефект від застосування препарату спостерігається при концентрації
загального білка на рівні 78,0-81,0 г/л. Про вплив на результати
суперовуляції білкових обмінних процесів свідчить також високовірогідна
позитивна кореляція між рівнем активності аланінамінотрансферази (АлАТ)
плазми крові корів-донорів і життєздатністю отриманих ембріонів. У
донори рекомендують відбирати корів, які мають активність АлАТ у межах
17-25 І.О.

Установлено прямо пропорційну залежність між кількістю вимитих ембріонів
та фолікулів діаметром 2-3 мм у яєчниках донорів перед початком
гормональної обробки. Але при цьому наявність домінуючого фолікула в
стадії росту або регресії у період від еструсу до початку обробки на
вихід ембріонів негативно не впливає. Хоча, за даними селекційних
досліджень, у таких донорів була значно нижча кількість жовтих тіл після
суперовуляції. Тож день естрального циклу, в який починають обробку ФСГ
донорів, має велике значення для стимуляції суперовуляції. Кращі
результати суперовуляції отримані при введенні його донорам на 9-й день
циклу. Тому ретельний клінічний контроль еструсу у корів є важливою
передумовою успішної, однак не гарантованої суперовуляції.

Відсутність жовтого тіла на яєчнику тварин свідчить про ановуляторний
цикл, а значить і про неможливість гарантованої стимуляції поліовуляції,
у зв’язку з чим у донорів перед обробкою ФСГ проводять ректальні
дослідження яєчників на наявність жовтих тіл. Вважається, що жовте тіло
діаметром 1,5 см є запорукою добрих результатів суперовуляції. Але
відбір корів-донорів для стимуляції поліовуляції за станом жовтого тіла
у день обробки не є достатньо точним.

Дослідження показали, що рівень поліовуляції у донорів залежить від
рівня концентрації прогестерону та 17?-естрадіолу в крові. Для отримання
значної кількості придатних ембріонів повинен бути нормальним
гормональний профіль крові донорів, який полягає у збільшенні
концентрації прогестерону та 17?-естрадіолу після введення гонадотропних
гормонів, зниження вмісту прогестерону в період еструсу та швидке його
збільшення після овуляції. Оптимальною перед обробкою донора
гонадотропними гормонами є концентрація прогестерону у кількості не
менше 2 нг/мл. Водночас концентрація прогестерону у плазмі крові донорів
>1 нг/мл і комплексна вітамінізація дозволяють отримати до 80% позитивно
реагуючих корів від кількості оброблених і вихід придатних ембріонів
більше 50%. Установили, що в день обробки концентрація прогестерону в
молоці корів, які позитивно чи негативно реагували на гонадотропін,
позитивно корелювала (r=0,78) з кількістю жовтих тіл після
суперовуляції. Тому рекомендують не обробляти донорів, у яких
концентрація прогестерону в молоці менше 6 нг/мл на 8-й день статевого
циклу, і здійснювати обробку тільки донорів з вмістом гормону більше 10
нг/мл.

Але є й інша точка зору. Був отриманий протилежний результат, який
засвідчив, що рівень прогестерону в день першої гормональної обробки не
впливає на кількість овуляцій та життєздатних ембріонів. Крім того
виявили, що концентрація прогестерону в молоці донорів у період між
початком індукції суперовуляції та ін’єкцією простагландину негативно
корелює (r= -0,68) з виходом життєздатних ембріонів, який не залежить
також від вмісту гормону в плазмі крові на 2-3 день еструсу.

Яєчники донорів будь-якого віку реагують на екзогенні гонадотропіни, але
ефективність реакції різна. Так, стимулюючи суперовуляцію СЖК у телиць
віком 6-7 місяців, отримали 40 яйцеклітин та 4 ембріона. Найкращі
результати при індукції суперовуляції отримують від донорів молочних
порід у віці 3-5 лактації, а м’ясних корів з середньою вгодованістю — у
6-8 років. Дані роботи Breuel K.F. et al (1991) підтверджують, що на
вихід придатних ембріонів при суперовуляції впливає вік донора, доза ФСГ
та їх взаємозв’язок.

Рівень суперовуляції та вихід придатних ембріонів залежать також від
породи та лінії, з якої походить донор. Наприклад, донори симентальської
породи більш схильні до суперовуляції, ніж корови чорно-рябої породи. На
результати поліовуляції негативний вплив здійснює інбридинг, ефект якого
проявляється при штучному осіменінні донорів. При чому інбредна депресія
більш сильно виражена при віддалених ступенях спорідненості.

Вихід придатних ембріонів залежить від способу їх вимивання. Так, у 1979
р. при користуванні хірургічним методом від установлених овуляцій
отримували 70% ембріонів, а нехірургічним — лише 20%. У вісьмидесятих та
дев’яностих роках при нехірургічному вимиванні цей показник підвищився
до 60-95%. Установлено, що на процес вимивання ембріонів впливають різні
фактори: вік донора, конструктивні особливості катетера для вимивання,
місце постановки його в матці, а також морфофункціональні особливості
статевої системи і тип застосованого гонадотропного гормону. Так, після
еструсу збільшується складчастість покривного епітелію та товщина
залозистого, яка досягає максимальної на 7-10 день циклу. Одноразове
введення пролонгованого ФСГ спричинює значне збільшення товщини
призматичного епітелію матки і в 1,4 разу збільшення в полі зору
мікроскопа кількості крипт в ендометрії. У донорів, які суперовулювали
на 3-й день естрального циклу, в матці було 38% незапліднених яйцеклітин
та дегенерованих ембріонів. На 7-й день були вимиті з яйцепроводів
тільки 1,6% ембріонів на стадії 16 клітин, 65% містилися у краніальній,
23% у медіальній та 10% у каудальній частинах матки. Така локалізація
ембріонів зумовлена варіабельністю строків початку, закінчення та
тривалості овуляційного процесу і, звісно, буде впливати на їх вихід
залежно від розміщення катетера в матці та за рахунок виходу
незапліднених яйцеклітин. З метою збільшення кількості запліднених
яйцеклітин та поліпшення якості ембріонів рекомендують осіменяти донорів
з інтервалом 22-24 години через 48-50 годин після обробки
простагландином, яку припиняють за 94-96 годин до вимивання, причому на
кожне осіменіння використовують сперму з кількістю 6-10 млн. активних
сперміїв у дозі.

Обробка донорів тканинними препаратами з вітамінами, вимивання ембріонів
з використанням антибіотиків, розробка нових середовищ і попередня
санація матки дозволяють збільшити їх імунологічний статус та вихід
придатних ембріонів.

Використання аналогів гонадоліберинів або ЛГ («Овогон-тіо») у схемах
обробки донорів гонадотропними гормонами сприяє синхронній овуляції
фолікулів та збільшує вихід придатних до пересадження ембріонів. Аналіз
даних літератури засвідчує високу мінливість виходу придатних ембріонів
при суперовуляції, зумовлену значною кількістю екзогенних та пов’язаних
з ними ендогенних факторів. Тому залишається актуальною розробка
способів корекції обмінних процесів у організмі донорів з метою
збільшення виходу придатних до замороження та пересадження ембріонів.

На сьогодні приживлюваність пересаджених ембріонів у реципієнтів, як
свідчать дослідження різних авторів, майже однакова, а в деяких випадках
і перевищує рівень запліднюваності після першого штучного осіменіння
самиць.

При трансплантації ембріонів ми маємо справу з додатковими як
технічними, так і біологічними чинниками, що можуть негативно впливати
на їх приживлення в організмі матері. Тому приживлюваність ембріонів на
рівні 40-60 % при їх трансплантації можна вважати достатньо високим
показником.

Вважають, що чинниками, які найбільше впливають на приживлюваність
ембріонів, є: генотип плідника; якість зародків; відповідність дня циклу
реципієнта і стадії розвитку зародка; якість виконаних процедур при
пересадженні ембріонів. Основною умовою техніки пересадження ембріонів є
чіткий ректальний контроль та відсутність травмування шийки і ендометрія
матки, що часто залежить від інструментів.

Вірогідно впливає на приживлюваність зародків ступінь синхронізації
циклів донора і реципієнта. Результат був кращим, коли трансплантували
пізню морулу, ранню, пізню та бластоцисту, яка вилупилася. Якість
пересаджених ембріонів впливає на їх приживлюваність більше, ніж стадія
розвитку. Вона залежить від типу гонадотропного гормону та рівня
суперовуляції у донорів. Кращі результати приживлюваності ембріонів
отримують при пересадженні ембріонів від донорів, оброблених ФСГ, ніж
ГСЖК. Якщо від донора отримують від 5 до 10 ембріонів на одне вимивання,
то вірогідність їх приживлення у реципієнта збільшується на 9,5%.

Рекомендують пересаджувати ембріони реципієнтам з жовтими тілами
відмінної та доброї якості, але такий відбір тварин не може бути
гарантом високого рівня приживлюваності зародків у зв’язку з можливою
низькою його секреторною функцією. У 23,6% випадків установлено
невідповідність між даними ректального дослідження (наявність жовтого
тіла) і низьким (<5,0 нмоль/л) вмістом прогестерону в крові реципієнта. Тільки 30,3% із таких телиць стали тільними, тоді як у групі реципієнтів з високим рівнем прогестерону в крові (>5,0 нмоль/л) — 57,3%.

Для зниження ранньої ембріональної смертності пересаджених зародків, яка
складає до 25-30%, рекомендують підсилити ембріональний сигнал шляхом
введення в матку одночасно з ембріоном трофобластичних клітин. Введення
реципієнту екзогенного прогестерону в дозі 2 мг за 20 хвилин до
пересадження ембріонів сприяє приживлюваності. Введення в піхву
голштинських реципієнтів поліуретанових губок з прогестероном (3 г)
відразу після пересадження ембріонів зумовило їх приживлення у 57,5%
тварин порівняно з 39,8% у контролі. Тобто збільшення концентрації
ендогенного прогестерону в крові реципієнтів на 7-й день статевого
циклу, а також і введеного екзогенно, стимулювало приживлення ембріонів.

Вважають, що реципієнтів слід підбирати так само уважно, як і донорів.
Вони повинні бути клінічно бездоганно здоровими. Вірогідність
приживлюваності ембріонів збільшується, якщо реципієнт має вік, старший
252 днів. Повноцінні ембріони, пересаджені добрим реципієнтам,
приживлювалися в 55,9% випадків, а такі ж зародки, трансплантовані
посереднім телицям, — у 33,3%. У телиць-реципієнтів з нормальною
вгодованістю рівень приживлюваності був більшим (53-55%), ніж у телиць з
нижчою вгодованістю (44%). У корів-реципієнтів, закуплених на ярмарках,
приживлюваність була на рівні 45,9%, а у відібраних у господарстві —
68,7%.

У Національному аграрному університеті були проведені дослідження, які
показали, що приживлення ембріонів у самиці залежить від
морфо-функціонального стану як організму в цілому, так і статевої
системи на 7-8-й день статевого циклу, а саме від формування жовтого
тіла, зростання вмісту в крові прогестерону та ЛПВЩ, зниження вмісту
g-глобулінів та залежної від них бактерицидної активності крові (БАК),
оптимального рівня обмінних процесів, особливо глюкози і каротину та
інтенсивності сечового циклу. Всі ці процеси інтегруються нервовою
системою, про що свідчать вольт-амперні характеристики біологічно
активних точок матки і яєчників, зумовлені генотипом тварини. Врахування
цих ендогенних факторів дозволило розробити ряд способів оцінки та
відбору тварин для трансплантації та штучного осіменіння з метою
збільшення приживлюваності ембріонів у самиць великої рогатої худоби при
біотехнологічних методах відтворення (Шеремета В.І., 1999).

Літературні джерела переконливо доводять залежність відтворної функції
корів від збалансованості раціонів за окремими мікроелеметами (мідь,
марга-нець, цинк, кобальт, йод), вітамінами та природними сорбентами.
Тому спеціалісти НАУ запропонували ряд прийомів корекції обмінних
процесів для покращення результатів трансплантації ембріонів, один з
яких полягав у комплексному застосуванні цих біологічно активних речовин
при підготовці телиць-реципієнтів до пересадження ембріонів. На основі
проведених досліджень були розроблені:

а) спосіб підготовки тварин-реципієнтів;

б) мінеральний премікс для здійснення цього способу (Богданов Г.О.,
Шеремета В.І., 1997).

Крім тривалої 2-3місячної підготовки телиць-реципієнтів згодовуванням їм
раціонів, збагачених вітамінно-мінеральними добавками, на основі
результатів цих досліджень був розроблений другий більш ефективний
прийом корекції обмінних процесів в їх організмі з метою збільшення
приживлюваності пересаджених ембріонів. Суть його полягає у використанні
біологічно активних речовин у період стимуляції в реципієнтів статевої
охоти аналогами простагландинів. Для цього був створений препарат
«Глютам». Теоретична передумова його розробки полягала у необхідності
участі його субстратів в енергетичному та пластичному процесах обміну в
репродуктивних органах і гіпоталамо-гіпофізарно-яєчниковій ендокринній
системі з метою поліпшення умов для розвитку ембріонів та стимуляції їх
приживлення.

Експериментальна перевірка показала, що багаторазове введення «Глютаму»
в комплексі із згодовуванням мікроелементів та вітамінізацією раціонів
нормалізує у телиць процеси обміну вуглеводів та знижує БАК, створюючи в
їх репродуктивних органах сприятливі умови для приживлення
трансплантованих ембріонів. Так, рівень приживлюваності у цих
реципієнтів становив 83,3% проти 42,9% у тварин, яким згодовували лише
мінерально вітамінні добавки та 25% у контрольних.

Отже, приживлюваність ембріонів залежить від численних факторів, серед
яких вирішальним є морфофункціональний стан організму реципієнта та його
статевої системи, на що в значній мірі впливають умови утримання тварин,
особливо кількісний та якісний рівень годівлі. Корекція обмінних
процесів у організмі реципієнтів, зокрема за рахунок введення до їх
раціону біологічно активних речовин, дозволяє збільшити приживлюваність
пересаджених ембріонів. Ефективність методу трансплантації визначається
кількістю отриманих придатних ембріонів, вихід яких у значній мірі
зумовлює якість гонадотропних гормонів та рівень суперовуляції у
корів-донорів.

Альтернативою суперовуляції у корів-донорів є методи культивування in
vitro, що дозволяють отримувати значну кількість дешевих ембріонів.
Методи дозрівання ооцитів і запліднення яйцеклітин сільськогосподарських
тварин in vitro дають змогу отримувати зиготи та ембріони на різних
стадіях їх розвитку (від 2-х клітинних до бластоцисти). За даними
Європейської асоціації з трансплантації ембріонів сільськогосподарських
тварин, частка отриманих in vitro ембріонів великої рогатої худоби з З0
тис. зародків, яких щороку використовують у країнах Європи для
ембріопересадок, становить близько 6%.

Однією із перспективних методик у скотарстві щодо ефективнішого
використання величезного запасу гамет самок, закладеного в яєчниках, є
багаторазова нехірургічна трансвагінальна аспірація незрілих ооцитів
(ОРU — оvum рісk-uр), вперше запропонована М. Ріеtегsе еt аl. (1991). У
поєднанні з методом культивування і запліднення in vitro ОРU найближчим
часом може стати альтернативою класичній трансплантації ембріонів у
схемах МОЕТ. Цей біотехнологічний метод має низку переваг порівняно з
одержанням ембріонів у схемах МОЕТ, а саме дає можливість одержання
ооцитів від нестатевозрілих телиць, починаючи з 5- 6-місячного віку, що
істотно скорочує генераційний інтервал, від так званих «проблемних
донорів» — генетично цінних тварин, які з різних причин не можуть бути
використані для відтворення та від тільних тварин без загрози втрати
плода; він дешевший і має вищу повторюваність порівняно з
суперoвуляцією, дає можливість від однієї тварини-донора одержати в 4
рази більше придатних ембріонів для нехірургічної трансплантації (Д.О.
Мельничук, О.Є. Гузеватий, 2002).

В Україні перші телята-трансплантанти з ембріонів, вирощених in vitro
великої рогатої худоби були одержані в результаті спільних досліджень
науковців Інституту тваринництва УААН та Інституту розведення та
генетики тварин УААН (М. Зубець, М. Безуглий, О. Гузеватий та ін.,
1995).

Важливе значення для селекції сільськогосподарських тварин має отримання
їх клонів. Це є єдиним методом в селекції, що дозволяє тиражувати
унікальних в генетичному плані тварин. Нині розроблені методи одержання
ембріональних та соматичних клонів. Перший базується на властивості
тотипотентності ембріональних клітин — їх здатності розвиватись у
будь-якому напрямі, що дає змогу одержувати потомків із ізольованих
бластомерів ембріону на 8-32-клітинній стадії. У світі методом
ембріонального клонування одержано близько 2 тис. телят. Кількість
клонів, одержаних з одного зародка, не перевищувало 5 ідентичних тварин
(М. Прокофьев, 2000).

Принципова різниця ембріонального і соматичного методів клонування в
тому, що клонування завдяки пересадці ядер ембріональних клітин
забезпечує одержання ідентичних тварин. Водночас пересадка ядер
соматичних клітин тварини забезпечує одержання не тільки ідентичних між
собою тварин, але й однакових за генотипом з твариною-донором соматичних
клітин. Успішне соматичне та ядерне клонування нині здійснено у різних
видів сільськогосподарських тварин (великої рогатої худоби, свиней,
овець, кіз), однак рівень одержання потомків від кількості
трансплантованих реконструйованих ембріонів украй низький і коливається
від 0,36 до 4% (Д.О.Мельничук, О.Є.Гузеватий, 2002).

В інститутах УААН одержано реконструйовані зародки кролів і великої
рогатої худоби завдяки пересадці ядер, які в подальшому дробилися,
досягали стадій морули та бластоцисти (В. Кузнєцов, 1999), а також
транс’ядерні ембріони, повноцінність яких доведено народженням телят
після трансплантації їх телицям-реципієнтам (М. Безуглий та ін., 2000).
В Україні серед способів клонування найбільшого практичного значення
набув поділ ембріонів. Половинки ембріонів приживлюються не гірше, ніж
неподілені ембріони, тому й ефект трансплантації збільшується вдвічі.

Кінець XX ст. характеризується бурхливим розвитком генної інженерії.
Поєднання її досягнень з експериментальною ембріологією, молекулярною
біологією дозволяють на сьогодні вводити до геному тварин гени з форм,
філогенетично віддалених від них, а також проводити обмін генами між
видами. При введенні різних генів до зародків виявлено, що чужорідна ДНК
(чДНК) може активно включатися в спадковий матеріал пронуклеусів,
експресуватися та успадковуватися нащадками. Завдяки цьому отримують
тварин з ознаками, які при застосуванні традиційних методів схрещування
і селекції отримати неможливо. Нові ембріологічні та молекулярні методи
докорінно змінили традиційний підхід до розведення тварин. Вони
дозволяють вести селекцію на рівні генотипу, а не лише фенотипу. Крім
того, за допомогою генної інженерії розроблено методи, що дозволяють
отримувати від тварин субстанції, які раніше отримували лише вакцинацією
і в обмеженій кількості. Основним підґрунтям отримання трансгенних
сільськогосподарських тварин є трансплантація ембріонів. Нині генна
інженерія тварин розвивається в таких напрямках:

— отримання тварин-біореакторів, що продукують біологічно активні білки
для медицини та інших потреб;

— інтеграція в геном сільськогосподарських тварин генних конструкцій, що
регулюють обмін речовин, а відповідно і параметри продуктивності тварин
з подальшим використанням їх у селекційному процесі;

— створення трансгенних тварин-донорів для ксенотрансплантації;

— моделювання генетичних патологій і аномалій людини;

— отримання трансгенних тварин, генетично стійких до ряду хвороб.

Комерційне використання тварин-біореакторів з метою отримання
рекомбінантних білків пов?язане із: синтезом білків у молоко з наступним
очищенням і використанням; синтезом білків у молочній залозі трансгенних
сільськогосподарських тварин з метою зміни складу та властивостей молока
(Зінов?єва Н.А.та інші, 2001).

Об’єм світових потреб людства у більшості білків складає близько 10 кг
на рік. Тому ряд комерційних фірм займається отриманням трансгенних
тварин з експресією трансгена в молоко з метою наступного використання
білка для потреб людини. Ці роботи проводяться незважаючи на те, що
сьогодні лише два рекомбінантних білки (hFIX I h?1AT), що продукую-ться
сільськогосподарськими тваринами, допущені до клінічних випробувань для
подальшого використання людиною (Гольдман І.Л. та інші, 2002).

Не менш важливим є отримання генетично модифікованих тварин, які
експресують у молочній залозі рекомбінантні білки, що змінюють якість
молока, надаючи йому нових властивостей. Крім того трансгенез, при умові
використання отриманих генетично модифікованих особин у відтворенні і
селекції, є потужним джерелом генетичної мінливості.

Використання в системі великомасштабної селекції обмеженої кількості
генетично цінних плідників, з одного боку, підвищило генетичний
потенціал продуктивності, а з іншого — призвело до зменшення генетичної
різноманітності популяції. Відповідно генетичний резерв, що раніше
використовувався в породоутворювальному процесі, на сьогодні значно
скоротився. Використання в цьому напрямі класичних методів розведення
(гібридизація), поряд з використанням трансгенних технологій також
допоможе створити резерв мінливості в популяції. Основною перевагою
даного методу є відсутність систематико-генеалогічного бар’єра для
інтеграції: гени можна переносити в геном організму іншого виду, родини,
типу (Ернст Л.К., 1994).

Американські вчені отримали трансгенних свиней, в геном яких був
введений ген ?-лактальбуміну (?LА) голштинської породи великої рогатої
худоби, який експресує кальцій-залежний металопротеїн, що зв’язується з
ферментом галактозилтрансферазою в комплексі Гольджі для того, щоб
формувати комплекс лактозотрансферази. У свиноматок, в яких відбувалась
інтеграція та експресія цього гена, маса гнізда при відлученні поросят
була більшою на 15-45 кг. Особливо важливим є те, що цей ген передається
нащадкам.

Для вирішення проблеми підвищення швидкості росту та надання вовні нових
технологічних властивостей використовують різноманітні генно-інженерні
методи впливали на овець: посилення енергетики обмінних процесів
внаслідок зміни метаболічного шляху синтезу глюкози; підвищення синтезу
сірковмісних амінокислот в результаті введення бактеріальних генів, що
визначають синтез цистеїну і експресуються в шлунково-кишковому тракті;
зміна структурних білків вовни при введенні генів кератинових білків і
т.д. За даними Мороз В.А. та інших вчених (2001), в Америці отримано
трансгенних мериносових овець, які при однаковій з аналогами живій масі
споживали в 1,5 разу менше кормів, мали збільшену масу м’язової тканини
при зменшенні жирової, а також в 1,5 разу переважали їх за вовновою
продуктивністю.

Застосування методів генної інженерії дає змогу одержувати трансгенних
тварин, стійких проти захворювань. Принцип інтегрування генів
антисмислових РНК є основою для отримання тварин, стійких проти
більшості вірусних захворювань. Так, отримано кролів з інтегрованим
геном антисмислової РНК вірусу лейкозу корів і доведено стійкість тварин
проти даної хвороби (Л. Ернст, 2001). Перенесення цих досліджень з
модельного об’єкту на велику рогату худобу матиме велике
народногосподарське значення, враховуючи поширення цієї хвороби в світі.

Розвиток біотехнології відтворення сільськогосподарських тварин в
Україні значною мірою залежить від підготовки спеціалістів. Вченими НАУ
розроблені типові програми з даної галузі науки, які дозволяють готувати
висококласних спеціалістів всіх освітньо-кваліфікаційних рівнів
(Мельничук Д.О. та інші, 2000).

Таким чином, біотехнологія відтворення сільськогосподарських тварин,
крім самостійного практичного значення в тваринництві, особливо в
селекції, також дозволяє отримувати тварин, використання яких в
селекційному процесі може зумовити створення порід з унікальними,
принципово новими продуктивними та життєздатними властивостями. Тому
вона є могутнім джерелом створення та удосконалення порід різних видів
тварин України.

Література:

Наукове забезпечення сталого розвитку сільського господарства. Лісостеп.
Київ – 2004 р. 2 томи.

Національний аграрний університет. books.nauu.kiev.ua

Похожие записи