.

Мембранні та внутрішньоклітинні механізми М-холінергічної активації гладеньком’язових клітин тонкого кишечнику: Автореф. дис… д-ра біол. наук / О.В.

Язык: украинский
Формат: реферат
Тип документа: Word Doc
0 4086
Скачать документ

НАЦІОНАЛЬНА АКАДЕМІЯ НАУК УКРАЇНИ
ІНСТИТУТ ФІЗІОЛОГІЇ ІМ. О.О. БОГОМОЛЬЦЯ

ЖОЛОС ОЛЕКСАНДР ВІКТОРОВИЧ

УДК 577.352.5:577.353

МЕМБРАННІ ТА ВНУТРІШНЬОКЛІТИННІ МЕХАНІЗМИ М-ХОЛІНЕРГІЧНОЇ АКТИВАЦІЇ ГЛАДЕНЬКОМ’ЯЗОВИХ КЛІТИН ТОНКОГО КИШЕЧНИКУ

03.00.02 – Біофізика

АВТОРЕФЕРАТ
дисертації на здобуття наукового ступеня
доктора біологічних наук

Київ – 1999

Дисертацією є рукопис

Робота виконана в Інституті фізіології ім. О.О. Богомольця Національної Академії наук України

Науковий консультант: академік НАН України, доктор медичних наук
професор Шуба М.Ф.
завідуючий відділом нервово-м’язової фізіології
Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України

Офіційні опоненти: доктор біологічних наук, професор Зима В.Л.
професор кафедри біофізики
Київського університету ім. Тараса Шевченка

доктор біологічних наук Кононенко М. І.
провідний науковий співробітник відділу загальної фізіології нервової системи Інституту фізіології
ім. О.О. Богомольця НАН України

доктор біологічних наук Веселовський М. С.
заступник директора Міжнародного Центру
Молекулярно-фізіологічних досліджень

Провідна установа: Інститут біохімії ім. О.В. Палладіна Національної Академії наук України, відділ біохімії м’язів, м. Київ.

Захист відбудеться 7 березня 2000 р. о 10 годині на засіданні спеціалізованої вченої ради Д-01.13.01 при Інституті фізіології ім. О.О. Богомольця Національної Академії наук України за адресою: 252 024, м. Київ, вул. Богомольця, 4.

З дисертацією можна ознайомитися у бібліотеці Інституті фізіології ім. О.О. Богомольця Національної Академії наук України за адресою: 252 024, м. Київ, вул. Богомольця, 4.

Автореферат розісланий 6 січня 2000 р.

Вчений секретар спеціалізованої вченої ради
доктор біологічних наук Сорокіна-Маріна З.О.

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ
Актуальність проблеми
Механізми регуляції тонусу та скорочення гладеньких м’язів вегетативною нервовою системою є центральними проблемами фізіології, фармакології і біофізики гладеньких м’язів. Ацетилхолін, принциповий медіатор парасимпатичної нервової системи, викликає збудження і скорочення вісцеральних гладеньких м’язів, а також деяких судин. Таким чином, без детального дослідження механізмів дії ацетилхоліну на гладеньком’язові клітини (ГМК) неможливе розуміння функцій різних органів, порушень моторики при різноманітних захворюваннях та пошук нових підходів у лікуванні розладів дихальних шляхів, шлунково-кишкового та сечовидільного трактів.
Збуджуюча дія ацетилхоліну та інших холінергічних агоністів (наприклад, карбахоліну) обумовлена активацією мускаринових рецепторів. Останні належать до великої родини рецепторів, що діють на ефектори – іонні канали та ензими – шляхом активації ГТФ-зв’язуючих G-білків.
Центральною сполучною ланкою між активацією мускаринових рецепторів та м’язовим скороченням є підвищення рівня внутрішньоклітинного кальцію, а основними процесами – вхід Ca2+ в клітину при холінергічній деполяризації мембрани та вивільнення Ca2+ із внутрішньоклітинних депо. Приймаючи до уваги гетерогенність мускаринових рецепторів і специфічність кожного із підтипів в активації тих чи інших G-білків і, таким чином, у запуску або ж регуляції різноманітних реакцій, на сучасному етапі становиться все більш очевидним, що холінергічний контроль гладеньких м’язів неможливо зрозуміти як просту суму ізольованих подій. Актуальним є вивчення різноманітних взаємодій у цій складній системі, ролі різних підтипів мускаринових рецепторів, механізмів Ca2+- та InsP3-індукованого вивільнення Ca2+, а також мембранних механізмів М-холінергічного збудження ГМК.
Механізмам деполяризуючої дії ацетилхоліну у даній роботі було приділено особливу увагу, оскільки мембранні події, що приводять до її деполяризації, є першими і найменш дослідженими у складному ланцюжку реакцій, що виникають при активації холінорецепторів.

Зв’язок роботи з науковими програмами, планами, темами
Роботу виконано у рамках наукових програм відділу нервово-м’язової фізіології Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України: “З’ясування молекулярних механізмів специфічних змін провідності клітинних мембран при виникненні основних нервових процесів”, “Механізми електро- і хемокерованої кальцієвої провідності мембрани та її роль у спряженні збудження-скорочення у гладеньких м’язах”, “Механізми метаболічної регуляції іонних каналів і скорочення гладеньком’язових клітин”.

Мета дослідження
Мета роботи полягала у вивченні мембранних та внутрішньоклітинних механізмів М-холінергічної активації гладеньком’язових клітин тонкого кишечнику.

Задачі дослідження
1. Дослідити біофізичні і фармакологічні властивості потенціалкерованих іонних каналів мембрани нейронів міжм’язового плетива та ГМК тонкого кишечнику.
2. Дослідити роль і механізми Ca2+- і InsP3-індукованого вивільнення Ca2+ у ГМК, зокрема роль потенціалкерованого входу Ca2+ в активації Ca2+-індукованого і модуляції InsP3-індукованого вивільнення Ca2+.
3. Дослідити механізми деполяризуючої дії мускаринових агоністів на мембрану ізольованих ГМК ileum морської свинки.
4. Дослідити роль активованих G-білків в регуляції катіонної провідності мембрани ГМК і розробити кількісні моделі, які б описували кінетику катіонного струму, виникаючого при активації мускаринових холінорецепторів.
5. Дослідити механізми холінергічної регуляції потенціалзалежних Ca2+ каналів L-типу мембрани ГМК тонкого кишечнику.

Наукова новизна отриманих результатів
1. Показана наявність регенеративного Ca2+-індукованого вивільнення Ca2+ у вісцеральних ГМК, що активується навіть при незначному вході Ca2+ через L-тип Ca2+ каналів.
2. Показано, що при підвищенні внутрішньоклітинної концентрації іонів Ca2+ відбувається початкове посилення та затримане пригнічення InsP3-індукованого вивільнення Ca2+ як при активації мускаринових холінорецепторів, так і при дії екзогенного InsP3.
3. Визначена роль G-білків у модуляції потенціалзалежності катіонної провідності як принципового механізму регуляції катіонних каналів, які відкриваються при активації мускаринових холінорецепторів.
4. Досліджені властивості поодиноких катіонних каналів, а також модулюючий вплив двовалентних катіонів і протонів на катіонну провідність.
5. Показані принципова роль М2 рецепторів і модулююча роль М3 рецепторів в активації катіонних каналів. Вперше визначена пряма роль М2 підтипу мускаринових рецепторів у гладеньких м’язах.
6. Встановлено новий механізм десенситизації катіонних каналів, що полягає в зменшенні активації G-білків у процесі гідролізу та вичерпання ГТФ.
7. Досліджена роль G-білків у карбахолінзалежній модуляції Ca2+ струму і дана порівняльна характеристика активації катіонного струму і пригнічення Ca2+ струму.

Практичне значення отриманих результатів
Дана робота носить в основному теоретичний характер і значно поглиблює і розширює сучасні уявлення відносно механізмів вивільнення Ca2+ у ГМК і генерації збудження при активації мускаринових рецепторів. Значимість отриманих результатів цим не обмежується, оскільки даний тип мембранних рецепторів належить до великого сімейства так званих 7-ТМ рецепторів, що нараховує до двох тисяч представників. Структура, механізми активації і передачі сигналу для цих рецепторів багато у чому подібні, тому їх визначення для одного із представників має велике загальнобіологічне значення. Про практичну значимість 7-ТМ рецепторів свідчить той факт, що дія близько 60% ліків спрямована саме на ці рецептори. Зокрема, антагоністи мускаринових рецепторів застосовуються при лікуванні різних захворювань, обумовлених підвищеною реактивністю і моторикою гладеньких м’язів (дисфункція кишечнику і січового міхура, обструкція дихальних шляхів, бронхіальна астма, пептична виразка, та ін.). Таким чином, дослідження механізмів холінергічного контролю діяльності гладеньких м’язів створює теоретичну основу для цілеспрямованого пошуку селективних фармакологічних препаратів і більш ефективної корекції різних патологічних станів.

Особистий внесок здобувача
Автор самостійно розробив методики отримання поодиноких ГМК і провів переважну більшість експериментів, їх статистичну обробку, аналіз і узагальнення результатів, а також готував до друку наукові статті. Деякі експерименти було виконано спільно з іншими дослідниками з приблизно однаковим внеском:
1. Дослідження іонних струмів у мембрані ГМК тонкого кишечнику щура – С.В. Смірнов (Інститут фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України).
2. Дослідження іонних струмів у мембрані нейронів міжм’язового плетива тонкого кишечнику морської свинки – Л.В. Байдан (Інститут фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України; Державний університет штату Огайо, США).
3. Дослідження пригнічуючої дії Ca2+ на InsP3-індуковане вивільнення Ca2+ – С. Коморі (Університет Гіфу, Японія).
4. Дослідження дії карбахоліну на Ca2+ канали ГМК ileum морської свинки – В. Пуцовський (Інститут експериментальної фармакології Академії наук Словаччини).

Апробація роботи
Основні положення дисертації були представлені на семінарах Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України (1988-1997), відділу фармакології і клінічної фармакології Медичної школи госпіталю Св. Георгія (Лондон) і Інституту експериментальної фармакології Академії наук Словаччини (Братислава), на 5-му Міжнародному симпозіумі “Фізіологія і фармакологія гладеньких м’язів“ (Варна, 1988), на Всесоюзних симпозіумах ”Поодинокі канали у біологічних мембранах“ (Пущино, 1989; Москва, 1990), на ХIII з’їзді Українського Фізіологічного товариства (Харків, 1990), на Радянсько-Іспанському симпозіумі по фізико-хімічній біології (Київ, 1990), на засіданнях FASEB (Атланта, 1991; Лос Анжелес, 1992), на Конференції по захворюваннях травного тракту (Новий Орлеан, 1991), на засіданні Американської Асоціації гастроентерологів (Сан Франциско, 1992), на 2-му Міжнародному симпозіумі по взаємодії мозок – травний тракт (Кембридж, 1992), на ХХХII Міжнародному Фізіологічному конгресі (Глазго, 1993), на трьох засіданнях Фізіологічного товариства Великобританії (Кембридж, 1994; Лондон, 1996), на 1-му Конгресі Українського біофізичного товариства (Київ, 1994), на спільному засіданні Фізіологічних товариств Японії, Великобританії і країн Європи (Нагоя, 1995), на засіданнях Біофізичного товариства США (Балтімор, 1996; Новий Орлеан, 1997), на 7-му Міжнародному симпозіумі по підтипах мускаринових рецепторів (Відень, 1997), на спільному засіданні Фізіологічних товариств Великобританії і Чехії (Прага, 1998), на засіданні Сектора молекулярної фізіології Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України (1999).

Публікації
Результати роботи опубліковані у 27 статтях вітчизняних та міжнародних журналів та в 26 тезах наукових симпозіумів.

Структура та обсяг дисертації
Дисертація складається з вступу, огляду літератури, опису методів дослідження, результатів дослідження (8 розділів), аналізу і узагальнення результатів, висновків та списку 284 використаних літературних джерел. Робота викладена на 278 сторінках, містить 2 таблиці та ілюстрована 101 рисунком.

МЕТОДИКА ДОСЛІДЖЕНЬ
Об’єкти досліджень. Досліди проводилися на поодиноких ізольованих та культивованих клітинах. Поодинокі ГМК подовжнього шару ileum морської свинки і щура одержували за допомогою методу ферментативної та механічної ізоляції. Невеличкі шматочки м’язової тканини поміщалися у безкальцієвий розчин, що містив колагеназу (1 мг/мл), соєвий інгібітор трипсину (1 мг/мл) і бичачий альбумін (1 мг/мл), на 25-30 хвилин при 36*С, після чого старанно відмивалися від ферменту і багаторазово пропускалися через скляну піпетку. Для виділення ГМК ileum новонароджених щурів (вік 1-3 дня, вага 5-9 г) концентрація колагенази була 0,7 мг/мл, еластази – 0,3 мг/мл, бичачого альбуміну – 2 мг/мл, час інкубації складав 13-17 хвилин. Для дорослих щурів (2,5-3 місяця, вага 90-120 г) концентрації ферментів збільшувалися у два рази, а час інкубації становив 50-60 хвилин.
ГМК тонкого кишечнику людини (American Type Culture Collection 1692- CRL) утримувалися у модифікованому культуральному середовищі Дюльбеко (DMEM) із додаванням 10% бичачої ембріональної сироватки, 100 U/мл пеніциліну і 100 U/мл стрептоміцину. Використовувалися клітини пасажів 16 і 17.
Для одержання первинної культури нейронів міжм’язового плетива тонкого кишечнику морської свинки ганглії збиралися після обробки тканини, як описано вище, і утримувалися в зволоженій атмосфері 5% СО2 при 37* С в середовищі 199 із додаванням 10% інактивованої теплом бичачої ембріональної сироватки, 33 мМ глюкози, 100 U/мл пеніциліну, 0,1 мг/мл стрептоміцину, 0,1% фунгізона і 0,5% гентаміцина. Використовувалися нейрони, які знаходилися в культурі від 5 до 15 днів.
Реєстрація іонних струмів. Для дослідження інтегральних іонних струмів застосовувався стандартний метод фіксації потенціалу і внутрішньоклітинної перфузії за допомогою скляної мікропіпетки в конфігурації whole-cell (Hamill et al., 1981). Активність поодиноких іонних каналів досліджувалася у конфігураціях cell-attached і outside-out. У деяких експериментах використовувалася методика подвійної patch-реєстрації (комбінація whole-cell і cell-attached конфігурацій). Після заповнення відповідним розчином піпетки мали опір 1-3 МОм. Послідовний опір складав у середньому 8,4 МОм і компенсувався на 80%. У більшій частині експериментів використовувався підсилювач фіксації потенціалу Axopatch 200A і інтерфейс Digidata 1200, керований програмою pClamp 6.0 (Axon Instruments). Дані аналізувалися за допомогою програм pClamp 6 і MicroCal Origin 5.0. Для реєстрації швидких іонних струмів (наприклад, ТТХ-чутливий Na+ струм) сигнал фільтрувався за допомогою фільтра Бесселя 4-го порядку з частотою зрізу 5 кГц і записувався при 40 кГц; при реєстрації активності поодиноких іонних каналів ці величини були 1-2 кГц і 5-10 кГц, відповідно, а при реєстрації катіонних струмів – 1 і 5 кГц, відповідно.
Техніка фотолізу. Світло ксенонової лампи (спалах тривалістю 1 мс, 300Cd2+>Ni2+) також відповідала участі N-типу Ca2+ каналів.
Даний тип Ca2+ каналів є важливою “мішенню” для різноманітних нейропередатчиків. 5-НТ, медіатор повільного збуджуючого і, можливо, гальмівного ПСП у AH/тип 2 нейронах пригнічував ICa на 40% (100 М). Агоніст А1 рецепторів 2-хлораденозін пригнічував ICa більш ніж на 50% (IС50=210 нМ). Тести з додаванням до розчину у піпетці ГТФS і ГДФS показали, що у передачі сигналу беруть участь G-білки.
Калієві струми
Були виявлені і досліджені чотири типи K+ струмів: повільні струми вхідного і затриманого вихідного випрямлення і швидкі типу IA і Ca2+-залежний струм. Відповідні K+ канали відрізнялися по потенціалзалежності і фармакологічних властивостях, що дозволяло здійснювати розділення струмів.
K+ струм вхідного випрямлення був ізольований із використанням 200 *М ТТХ і безкальцієвого зовнішнього розчину з метою пригнічення INa, ICa і IK(Ca). У цих умовах деполяризуючі імпульси викликали повільний K+ струм затриманого випрямлення (IK,dr), тоді як гіперполяризуючі імпульси активували К+ струм вхідного випрямлення (рис. 1). Провідність мембрани при 30 мМ K+ (EК=-34 мВ) описувалася рівнянням (2) із величинами V1/2=-105 мВ і k=-8,8 мВ. Активація IK,ir прискорювалася у е-раз при гіперполяризації мембрани на 31 мВ.
ТЕА+ блокував IK,dr, але не IK,ir, тоді як Cs+ селективно пригнічував IK,ir (IC50=58 *М).
Раніше наявність швидкого IA у мембрані нейронів міжм’язового плетива передбачалося на підставі виражених ефектів 4-АР на форму потенціалу дії і слідової гіперполяризації (Hirst et al., 1985). IA реєструвався при -30 мВ, де IK,dr відсутній. Активація і інактивація IA описувалися рівнянням (2) із такими параметрами: V1/2 = -95,5 мВ, k = 7,2 мВ для інактивації і V1/2 = -45,9 мВ, k=-16,8 мВ для активації. Постійна часу виходу з інактивації зменшувалася в е-раз при гіперполяризації мембрани на 36 мВ, від 1,4±0,3 с при -90 мВ до 0,4±0,1 с при -140 мВ (n=3). IA пригнічувався на 40 і 80% при додаванні відповідно 3 і 10 мМ 4-АР, тоді як 10 мМ ТЕА+ не впливав на цей струм.
Вищеописані експерименти проводилися при 5 мМ ЕГТА у піпеточному розчині. При зменшенні концентрації до 0,3 мМ виникав також IK(Ca) (рис. 2А). Залежність його амплітуди від мембранного потенціалу була такою ж, як і для ICa. IK(Ca) міг тривати до 3,5 с – це узгоджується з уявленнями про його центральну роль у генерації тривалої слідової гіперполяризації, що є характерною ознакою даного типу нейронів. Дослідження властивостей IK,ir дозволяє припустити його важливу участь, поряд із IK(Ca), у генерації тривалої гіперполяризації, що в свою чергу більш повно пояснює цей складний процес.

Загальна характеристика іонних струмів мембрани ГМК тонкого кишечнику
Характер електричної активності ГМК істотно відрізняється в залежності від їхнього типу, а для однотипних ГМК описані значні видові відмінності (Kuriyama et al., 1998). Розуміння механізмів холінергічного контролю ГМК кишечнику могло базуватися тільки на детальному попередньому дослідженні їх загальних електрофізіологічних властивостей. В цих експериментах були знайдені важливі видові та вікові відміни в природі і властивостях іонних струмів.
Ileum морської свинки
У ГМК, ізольованих із подовжнього ileum морської свинки, у відсутність активації рецепторів вхідний струм переноситься через потенціалкеровані Ca2+ канали L-типу і повністю блокується ніфедипіном у концентрації 1 М, а основним компонентом вихідного струму є IK(Ca) (рис.2Б). При низькій концентрації ЕГТА в піпетці виникали спонтанні вихідні струми (СВС), вперше описані для ГМК jejunum і вушної артерії кролика (Benham & Bolton, 1986). Реверсія СВС спостерігалася при EK, СВС блокувалися ТЕА+, при заміні К+ іонами Cs, при підвищенні концентрації ЕГТА у піпеточному розчині або при видаленні Ca2+ із зовнішнього розчину, а також при дії блокатора ріанодінових рецепторів рутенієвого червоного. Таким чином, іонна природа і механізм виникнення СВС у ГМК ileum відповідають іншим типам гладеньких м’язів, тобто СВС обумовлені синхронною активацією Ca2+-залежних K+ каналів у малому фрагменті мембрани при спонтанному локалізованому вивільненні Ca2+ із внутрішньоклітинних депо (СР).
Співвідношення між ICa і IK(Ca) показане на рис. 2Б. Воно не настільки однозначне, як, наприклад, у нейронах (рис. 2А), і припускало додатковий механізм посилення дії Са2+ за рахунок Са2+-індукованого вивільнення Са2+ (КІВК). Це заслуговувало більш детального аналізу, результати якого описані нижче у порівнянні з властивостями Ca2+ струму.
Ileum щура
На відміну від ГМК ileum морської свинки в клітинах подовжнього прошарку ileum щура природа вхідного струму була значно складнішою. Він складався з Na+ і Ca2+ компонентів. Ca2+ канали були представлені двома популяціями, низько- і високопоріговими. Відносний внесок цих популяцій залежав від віку тварини. Амплітуда першого не змінювалася при заміні Ca2+ на Вa2+, а другого – збільшувалася на 80±10% (n=8). Обидва компоненти ICa не змінювалися при додаванні 1 М ніфедипіну. Неорганічні блокатори Ca2+ каналів Cd2+ і Ni2+ по-різному впливали на низько- і високопоріговий IСa. Так, Cd2+ у концентрації 10 М пригнічував високопоріговий ICa на 50% і не впливав на низькопоріговий ICa. Навпроти, Ni2+ у концентрації 500 М майже повністю блокував низькопоріговий і тільки на 40% – високопоріговий компонент. Істотні відміни спостерігалися також для стаціонарної інактивації. Величини V1/2 і k були, відповідно, -60,6 і 8,8 мВ для низько- і -49,0 і 13,6 мВ для високопорігового ICa. Відрізнялась також і кінетика відновлення з інактивації: при -80 мВ низькопоріговий ICa цілком відновлювався за 2-5 с, тоді як високопоріговий – за 20-30 с. У сумі ці дані свідчили про гетерогенність Ca2+ каналів у мембрані ГМК ileum щура. Більш того, було виявлено, що в дорослих тварин зберігається лише високопоріговий ICa.
При видаленні іонів Ca2+ із зовнішнього розчину спостерігався швидкий вхідний струм, ідентифікований як INa. Цей струм ефективно блокувався ТТХ (IC50=4,5 нМ). Стаціонарна інактивація INa характеризувалася параметрами: V1/2=-60 мВ і k=10 мВ. Відновлення з інактивації було швидким (постійна часу 18-47 мс у діапазоні потенціалів від -90 до -60 мВ). Слід зазначити, що INa, на відміну від ICa, зустрічається лише в деяких типах гладеньких м’язів (Kuriyama et al., 1998), а для ГМК кишечнику цей струм нами був виявлений вперше.
У ГМК новонароджених тварин спостерігався затриманий і швидкий вихідні струми. Останній був подібним до IA у нейронах. ТЕА+ переважно блокував затриманий K+ струм, тоді як 4-АР селективно блокував швидкий компонент. Ефект 4-АР був складним і посилювався в часі при гіперполяризації мембрани. Стаціонарна інактивація IA характеризувалася V1/2=-70,8 мВ і k=7,7 мВ. Постійна часу відновлення з інактивації зменшувалася при гіперполяризації мембрани і складала 90±5 мс (n=13) при -80 мВ. IA спостерігався в 93% досліджуваних ГМК (n=240). На відміну від ГМК ileum морської свинки СВС спостерігалися лише в одній клітині. Очевидно, у ГМК новонароджених щурів Ca2+-залежні K+ канали практично відсутні. Навпроти, у ГМК дорослих щурів СВС спостерігалися частіше, а властивості IA не змінювалися.
ГМК тонкого кишечнику людини
В ГМК тонкого кишечнику людини (91 клітина, пасажі 16-17) ICa і IK(Ca) були відсутні, що очевидно пов’язано з деякою модифікацією властивостей клітин у культурі (Owens, 1995). У свіжеізольованих клітинах присутні Ca2+ канали L-типу (Xiong et al., 1995), але Ca2+-залежні K+ теж відсутні (Farrugia et al., 1993). Іонні струми в цій культурі клітин були практично не вивченими. Заміна Na+ на Cs+ призводила до повного пригнічення вхідного струму, незважаючи на присутність у зовнішньому розчині 10 мМ Ca2+ або Ba2+. Крім того, вхідний струм блокувався ТТХ з IC50=56 нМ. По своїм властивостям INa був подібним до INa в ГМК ileum щура.
Однієї з цікавих особливостей цих клітин був розвиток вхідних катіонних струмів при видаленні двовалентних катіонів із зовнішнього розчину. Перший компонент активувався при гіпер- (IHA), а другий – при деполяризації мембрани (IDA). Оскільки ці струми розвивалися значно повільніше, ніж це було потрібно для зміни зовнішнього розчину, можна було припустити як можливий механізм їхньої активації пасивне виснаження внутрішньоклітинних Ca2+ запасників (CRAC-подібні канали). На користь цього свідчила і блокуюча дія SK&F 96365. Такий механізм входу Ca2+ є основним у клітинах різних типів, особливо в незбудливих клітинах при відсутності інших типів Ca2+ каналів (Parekh & Penner, 1997). Для ГМК цей механізм раніше був запропонований на підставі вимірів [Ca2+]i при дії агоністів рецепторів і тапсигаргіна, але спроби виміру відповідного іонного струму виявилися безуспішними. IDA був більш чутливим до [Ca2+]о у порівнянні з IHA. Величини IC50 складали 20 М для IHA і 311 нМ для IDA. Відрізнялась і іонна селективність: K+ > Cs+ > Na+ для IHA і Na+ > K+ >> Cs+ для IDA.
Таким чином, у ГМК тонкого кишечнику існують істотні відміни в експресії тих або інших іонних каналів в залежності від виду і віку тварини, а також при зміні клітинного фенотипу в процесі культивування клітин. Вхідні струми можуть переноситися через ТТХ-чутливі Na+ канали і Ca2+ канали різних типів, а також через неселективні катіонні канали, що активуються при спустошенні СР. Вихідні K+ струми представлені потенціалкерованими затриманим і швидким (типа IA) струмами, а також потенціал- і Ca2+- залежним IK(Ca).

Механізми вивільнення Ca2+ із внутрішньоклітинних депо ГМК
При холінергічній активації ГМК паралельно із деполяризацією мембрани та входом Ca2+ ззовні відбувається також вивільнення Ca2+ із СР, що включає як КІВК, так і InsP3-індуковане вивільнення Ca2+ (ІІВК) (Karaki et al., 1997). У досліджуваних ГМК ileum морської свинки Ca2+ депо є спільним для обох процесів (Komori et al., 1995). Посилення входу Ca2+ за допомогою КІВК і фізіологічна значимість цього механізму в різноманітних ГМК зараз не викликає сумніву, а розвиток методів реєстрації [Ca2+]i за допомогою конфокальної флуоресцентної мікроскопії показав високу просторову і тимчасову структурованість Ca2+ сигналу. Проте до моменту початку даних досліджень для гладеньких м’язів фізіологічна роль КІВК лише передбачалася, в основному на підставі реєстрації скорочувальних реакцій при дії агоністів і кофеїну (Karaki et al., 1988). Експерименти на скінованих сапоніном ГМК свідчили про те, що КІВК може активуватися при [Ca2+]i>1 M, що таким чином виключало його фізіологічну значимість (Iino, 1989).
Як можливу стратегію дослідження було використано зіставлення ICa і IK(Ca), або ICa і катіонного струму, що виникає при активації мускаринових рецепторів (IКАТ). IКАТ корелює із змінами [Ca2+]i навіть більш тісно у порівнянні з IK(Ca) (Komori et al., 1993), і, таким чином, обидва струми могли бути інтерпретовані як якісний показник рівня [Ca2+]i.
Регенеративний характер КІВК
При тривалій деполяризації мембрани розвивався затриманий вихідний струм (рис. 2Б). Аналогічний струм виникав і при аплікації кофеїну або фотолізі “caged” InsP3 усередині клітини, що послужило підставою для припущення про участь іонів Ca2+, що вивільнюються з СР, в активації цього струму, ідентифікованого як IK(Ca). Зіставлення кінетики ICa і IK(Ca), а також відповідних вольтамперних залежностей (рис. 2Б) свідчило про непряму роль входу Ca2+ в активації затриманого IK(Ca). Кофеїн широко використовується як фармакологічний інструмент для подібного роду досліджень, проте крім активації ріанодінових рецепторів у мембрані СР він може викликати й інші ефекти. Дійсно, було знайдено, що у концентрації 10 мМ кофеїн викликав пригнічення ICa приблизно на 30%. Такий ефект не міг пояснити повне блокування затриманого IK(Ca) у присутності кофеїну, яке вірогідно виникало внаслідок спустошення СР. Рослинний алкалоїд ріанодин (5 М), рутенієвий червоний (10 *М) і підвищення внутрішньоклітинної концентрації Mg2+ до 6 мМ практично цілком блокували затриманий IK(Ca). Було очевидним, що цей струм виникає внаслідок КІВК, що активується входом Ca2+ при деполяризації мембрани.
Подальші експерименти були спрямовані на з’ясовування властивостей КІВК, аналізуючи при цьому затриманий IK(Ca) і його співвідношення з амплітудою ICa. Вихідний струм, чутливий до рутенієвого червоного, починав зменшуватися при потенціалах, значно більш позитивних, ніж можна було б очікувати для “градуального“ КІВК, пропорційного входові Ca2+ (рис. 2Б). У інших серіях експериментів була досліджена залежність амплітуди IK(Ca) від частково інактивованого або частково блокованого ніфедипіном ICa (рис. 3). Виявилося, що затриманий IK(Ca) починає зменшуватися по амплітуді лише після пригнічення ICa на 80-95%. Ці результати, отримані з використанням різних експериментальних підходів, вказували на регенеративний характер процесу КІВК у ГМК ileum морської свинки. Вхід Ca2+, навіть невеликий, може відігравати роль пускового механізму, що активує КІВК. Сама наявність вихідного струму, що активується при виникненні КІВК, свідчила про істотне підвищення [Ca2+]i на додаток до викликаного безпосередньо вхідним Ca2+ струмом, і таким чином фізіологічну значимість КІВК.
Ca2+-залежна модуляція ІІВК
У ГМК формування InsP3 при дії різноманітних агоністів пов’язано зі скороченням, що обумовлено підвищенням [Ca2+]i у наслідок ІІВК. Іони Са2+ також можуть зв’язуватися з InsP3 рецепторами і модулювати їхню активність, у такий спосіб регулюючи ІІВК за принципом зворотного зв’язку (Bezprozvanny & Ehrlich, 1995). У стаціонарних умовах залежність активності InsP3 рецепторів від концентрації Са2+ є -образною з максимумом біля 300 нМ. Важливо відзначити, що кінетика дії Ca2+ на ІІВК також є складною і у цілому вивчена набагато гірше. У більшості робіт дослідження проводилися з використанням неклітинних експериментальних моделей (везикули СР, скіновані клітини, InsP3 рецептори у біслоях) або ж на незбудливих клітинах (наприклад, ооцити Xenopus). Такі підходи мають свої переваги, проте вони не дозволяють відповісти на запитання про можливу модуляцію ІІВК іонами Са2+, що входять у клітину через потенціалзалежні Са2+ канали.
З метою з’ясування цих питань InsP3 раптово вивільнювався з інертного “caged” InsP3 при спалаху світла і одночасно реєструвався IK(Ca), по амплітуді якого оцінювали зміни концентрації іонів Са2+ з внутрішньої поверхні мембрани. В залежності від інтенсивності світла спостерігалися моно- або двофазні відповіді. Однієї з можливих причин генерації двофазних відповідей могла бути активуюча дія Са2+, що вивільняється на ранній стадії ІІВК, на наступний процес його вивільнення. Дійсно, деполяризуючий імпульси, що супроводжувалися входом Са2+, підсилювали дію InsP3. Цей ефект починався на протязі 30-100 мс після завершення деполярізації, досягав максимуму приблизно за 250 мс, а потім змінявся пригніченням відповіді на InsP3. У дослідах з двома спалахами якщо час між ними становив 0.5-1 с, друга відповідь була значно більшою; при часі 3-6 с спостерігалося її повне пригнічення. Повне відновлення у середньому відбувалося за 60 с, але у кожній окремій клітині відновлення було по типу “усе або нічого” і могло бути більш швидким (10-20 с). Аналогічно цьому, після вивільнення InsP3 СВТ пригнічувалися, а потім поступово відновлялися, що свідчило про заповнення внутрішньоклітинних Ca2+ депо і можливість спонтанного вивільнення Ca2+ за участю ріанодинових рецепторів. Проте відповіді на InsP3 були відсутні набагато більш тривалий час, а їхнє відновлення знову таки відбувалося раптово і, як правило, за принципом “усе або нічого” (Рис. 4А). Результати цих експериментів вказують на важливу роль потенціалзалежного входу Са2+ через Са2+ канали L-типу у модуляції InsP3-індукованого вивільнення Са2+ і, таким чином, у виникненні осциляцій [Ca2+]i при холінергічному збудженні вісцеральних гладеньких м’язів. На користь цього свідчили і експерименти, в яких InsP3 вивільнявся у різні фази осциляцій IКАТ, що безпосередньо пов’язані з осциляціями [Ca2+]i. Так, на максимумі осциляції відповідь була відсутня (F1 і F3 на рис. 4Б), тоді як у проміжку між осциляціями відповідь звичайно була такої ж амплітуди, як і спонтанні осциляції (F2 і F4 на рис. 4Б).

Механізми холінергічної деполяризації ГМК
Загальна характеристика катіонного струму при активації мускаринових холінорецепторів
За фізіологічних умов холінергічна деполяризація супроводжується як входом Ca2+ ззовні, так і його вивільненням із СР. Виникаючі осциляції [Ca2+]i викликають осциляції IКАТ (рис. 4Б). Детальний біофізичний і фармакологічний аналіз властивостей IКАТ був можливий тільки при стаціонарних умовах. Таким чином, у подальших експериментах концентрація Ca2+ у клітині фіксувалася на рівні 100 нМ, що приблизно відповідає рівню у стані спокою, із використанням 10 мМ ВАРТА/4,6 мМ CaCl2 у піпеточному розчині. Слід зазначити, що при використанні 10 мМ ВАРТА без додавання Ca2+, тобто в умовах неприродно низької концентрації Ca2+ у цитоплазмі клітини, як генерація IКАТ, так і пригнічення ICa цілком блокувалися. Таким чином, обидва механізми потребують деякого мінімального рівня Ca2+ у клітині.
Оскільки досліджувані канали не селективні для одновалентних катіонів, експерименти проводилися з використанням симетричних Cs+ розчинів (ECs=0 мВ) з метою блокування K+ струмів. Крім того, у більшості експериментів двовалентні катіони видалялися з зовнішнього розчину, щоб виключити їх вплив.
Карбахолін (КХ) збільшував амплітуду IКАТ відповідно до рівняння (1) з середніми параметрами: ЕC50=7,8 *М, максимальна провідність Gmax=23,3 нС, p=1,4 (n=114). Гістограми розподілів цих параметрів добре описувалися кривими Гауса, що свідчило про відсутність різних популяцій клітин.
Значний інтерес являли собою потенціалзалежні релаксації IКАТ при раптових зміщеннях мембранного потенціалу, природа яких залишалася маловивченою (рис. 5). Релаксації струму описувалися одною експонентою з постійними часу для різних клітин від декількох десятків до декількох сот мілісекунд. У системі рецептор – G білок – іонний канал можуть виникати значно складніші взаємодії у порівнянні з більш простою ситуацією, коли іонний канал і місце зв’язування агоніста представлені однієї макромолекулою. Перша ланка в ланцюзі подій, що веде до відкривання каналу, тобто взаємодія агоніста і рецептора, у принципі могло б пояснити релаксації IКАТ за умови потенціалзалежності зв’язування агоніста. Проте таке припущення було малоймовірним, оскільки швидкості активації і деактивації струму при аплікації і відмиванні КХ були в 10-100 разів повільніші у порівнянні з його потенціалзалежними релаксаціями (рис. 5).
Потенціалзалежність IКАТ могла відображати властивості самого каналу, але навіть перші тести показали, що взаємодія агоніста з рецептором відіграє ключову роль. Так, кінетика релаксацій струму змінювалася в залежності від концентрації КХ і від часу після його додавання або видалення. Крім того, відбувалися істотні зміни у формі стаціонарної вольтамперної характеристики (рис. 6). При 3 *М струм при -120 мВ практично повністю деактивувався, тоді як при 300 *М вольтамперна залежність із U-подібної перетворювалася у більш лінійну, а процес деактивації струму при -120 мВ дуже сповільнювався. Аналіз у термінах кривих активації катіонної провідності показав, що при підвищенні концентрації агоніста крива зміщувалася в область більш негативних потенціалів, а в процесі десенситизації при високої концентрації КХ вона поступово поверталася до свого вихідного положення на вісі потенціалів (рис. 6В). Величина V1/2 у середньому зміщалася на -36 мВ (варіації від 17 до 89 мВ) від -70±5 мВ до -106±5 мВ при підвищенні концентрації КХ від 3 до 300 М (n=16). При цьому нахил кривої не мінявся (k=-19,3±0,9 мВ). Відповідні зміни спостерігалися і у кінетиці релаксації струму під час скачку потенціалу до -120 мВ: величина  збільшувалася від 94±12 мс (3 *М КХ) до 178±14 мс (300 *М КХ), а потім поступово зменшувалася в процесі десенситизації до 112±13 мс (n=20).
Роль G-білків в активації катіонних каналів і в модуляції їх властивостей
Можна було припустити, що вплив концентрації КХ на швидкість і ступінь релаксації і на положення активаційної кривої опосередкований активацією G-білків. Концентрація активних G-білків визначається при всіх інших рівних умовах наявністю і концентрацією у клітині ГТФ, а їх активація ефективно блокується негідролізуємим аналогом ГДФ – ГДФS. Найбільше прямим тестом даної гіпотези було б додаткове активування або блокування G-білків при постійній концентрації КХ. При додаванні 1 мМ “caged” ГТФ до піпеточного розчину 3 спалахи світла з невеличким інтервалом вивільняли приблизно 0,4 мМ ГТФ. Це супроводжувалося значним збільшенням IКАТ. Спостерігалися зміни форми вольтамперної залежності, характерні для підвищення концентрації КХ. Вивільнення ГДФS викликало протилежні ефекти.
Відомо, що при дії ГТФS G-білки активуються повільно і практично не зворотно, що давало можливість більш детально дослідити роль активованих G-білків у модуляції властивостей катіонної провідності. При додаванні ГТФS до піпеточного розчину (0,2 мМ) фаза активації IКАТ звичайно тривала 3-5 хвилин після прориву мембрани під піпеткою, після чого струм лишався дуже стабільним на протязі десятків хвилин. При цьому спостерігалася потенціалзалежність кінетики активації, що була дуже подібною до активації IКАТ карбахоліном: струм наростав швидше усього при 80 мВ, повільніше при -40 мВ і ще більш повільно при -120 мВ. Спостерігався цікавий феномен перетину амплітуд IКАТ при -40 і 120 мВ. Такий же перетин спостерігався і у вищеописаних експериментах при дії КХ – ранній на початку дії агоністу і пізній у процесі десенситизації рецепторів.
Кінетика розвитку струму відповідала припущенню про різні вимоги стосовно активованих G-білків при різних потенціалах. Відповідно до цієї гіпотези, при 80 мВ IКАТ найкраще відображає власне процес збільшення їхньої концентрації, тоді як при -40 і -120 мВ спостерігається процес кооперативної взаємодії декількох активованих молекул G-білка з каналом. Як відомо, кооперативність взаємодій у системі припускає сигмовидну кінетику, саме це і спостерігалося в даних експериментах при від’ємних потенціалах. По своїм амплітудним, кінетичним і потенціалзалежним властивостям обидва струми при їхній максимальній активації (максимальна відповідь на КХ або 3-5 хвилин після початку дії ГТФS) практично не відрізнялися.
Вольтамперні залежності для IКАТ при дії ГТФS, отримані з інтервалом 20 с, показані на рис. 7А. Очевидно, що як і у випадку підвищення концентрації КХ форма кривих змінюється, а лінійна ділянка характеристики прогресивно подовжується в область від’ємних потенціалів. Відповідні активаційні криві показані на рис. 7В – спостерігалося поступове збільшення максимальної провідності і паралельний зсув у негативну область. Релаксації струму при -120 мВ теж зазнавали змін, характерних для описаних вище при підвищенні концентрації КХ, які могли пояснюватися зміною V1/2 (рис. 7Б).
Результати даних експериментів показують, що при активації G-білків катіонні канали не тільки відкриваються, але і відбувається модуляція їх властивостей. Єдиний процес, що залежить від концентрації активованих G-білків, визначає кількість активованих каналів (Gmax), положення активаційної кривої на вісі потенціалів і відповідно кінетику релаксації при даному потенціалі (рис. 7Г).
Для різних типів каналів (наприклад, NMDA рецептори у нейронах) показано, що нелінійні вольтамперні характеристики можуть виникати внаслідок потенціалзалежної блокуючої дії двовалентних катіонів або протонів. В контрольних дослідах було знайдено, що зовнішні іони Ca2+, Mg2+ і Н+ досить сильно пригнічують IКАТ, але детальний аналіз показав, що дані ефекти обумовлені лише зміною величини поверхневого потенціалу в результаті титрування негативно заряджених груп поблизу каналу. Деякі відміни у дії Ca2+ і Mg2+ (наприклад, зміна крутизни активаційної кривої при додаванні Ca2+) можна було пояснити проникністю каналу до Ca2+ і активуючою дією до того, як Ca2+ встигає зв’язатися з BAPTA усередині клітини.
Властивості поодиноких катіонних каналів
Найбільш прямі докази потенціалзалежності катіонних каналів можна було б одержати на рівні реєстрації активності поодиноких каналів. На рис. 8А показані приклади таких реєстрації при різних потенціалах. Крім основного каналу з провідністю біля 40-50 пС у деяких випадках був присутній канал меншої провідності, 8-9 пС, проте його активність не аналізувалася, тому що його внесок був незначним.
Розподіл часів закритого і відкритого станів мав дві постійних часи, що свідчить про наявність як мінімум двох закритих і двох відкритих станів. Слід зазначити, що спад макроструму при зсуві мембранного потенціалу добре описувався однієї експонентою (рис. 5, 7Б) із постійною часу звичайно в межах 20-200 мс, що відповідає довготривалому відкритому стану. Питома вага короткотривалого відкритого стану, очевидно, невелика, а його час життя 1-2 мс лише в 2-3 рази перевищує постійну часу ємнісного артефакту при реєстрації від цілої клітини.
Провідність каналу при потенціалах від -70 до -20 мВ була у середньому 42,1±3,7 пС (n=14) і не відрізнялася для умов активації каналу КХ (38,5±6,9 пС, n=6) або ГТФS (44,8±4,1 пС, n=8) (P>0,4). Залежність вірогідності відкритого стану (Ро) від мембранного потенціалу описувалася рівнянням Больцмана (рис. 8Б) з V1/2 для різних клітин у межах від -45 до -140 мВ і k від -18 до -24 мВ. Це добре співвідносилося із відповідними параметрам активаційних кривих макроструму.
Великий інтерес являло з’ясовування причини зниження Ро при гіперполяризації мембрани. Для макроструму це відповідало релаксації при -120 мВ до рівня, менше ніж амплітуда струму при -40 мВ (рис. 5), і виражалося в U-подібній формі вольтамперної характеристики (рис. 6Б). На рис.8 Ро при -10 мВ була 0,9 при відсутності подвійних відкривань на протязі досить тривалого часу спостереження, тобто у фрагменті мембрани знаходився лише один канал. Таким чином, можна було аналізувати його кінетику. Залежність постійних часу, що описують розподіли часів життя каналу у відкритому і закритому станах, показана на рис. 8 В і Г, відповідно. Обидва постійні часи для відкритого стану зменшувалися при гіперполяризації, але не настільки істотно (приблизно в 2 рази) у порівнянні зі збільшенням повільної постійної часу для закритого стану (у 34 рази). Швидка постійна часу для закритого стану практично не залежала від рівня мембранного потенціалу, що припускає постійні часові інтервали усередині пачки. Таким чином, основний ефект зниження мембранного потенціалу полягає в збільшенні часу життя каналу в тривалому закритому стані, що відповідає збільшенню інтервалу між пачками. При цьому час життя у відкритому стані зменшується – для макроструму це призводить до прискорення кінетики релаксації при збільшенні амплітуди гіперполяризуючих імпульсів.
Таким чином, властивості поодиноких каналів цілком пояснюють потенціалзалежні релаксації і складну форму вольтамперної характеристики інтегрального IКАТ.

Механізми десенситизації катіонної провідності
Десенситизація відповідей, що виникають при активації мембранних рецепторів, є важливим фізіологічним захисним і адаптивним клітинним механізмом і являє собою складний і цікавий біофізичний феномен, тому що молекулярні механізми є надзвичайно різноманітними і не цілком з’ясованими (Grady et al., 1997). У експериментах по десенситизації IКАТ був виявлений принципово новий механізм, обумовленої вичерпанням запасу ГТФ у клітині при її інтенсивному гідролізі у процесі активації G-білків. У дослідженнях на інших типах клітин такий механізм не проявлявся (Mubagwa et al., 1994), що пояснювалося високою спорідненістю G-білків до ГТФ. Значне збільшення IКАТ при вивільненні ГТФ із “caged” ГТФ у попередніх експериментах свідчило про наявність значного “резерву” катіонних каналів і неактивних G-білків внаслідок обмеженої кількості молекул ГТФ.
Насамперед були проаналізовані залежності амплітуди IКАТ від концентрації КХ без додавання і з додаванням 1 мМ ГТФ до піпеточного розчину. Криві концентрація-ефект при повторних аплікаціях КХ характеризувалися зменшенням максимальної провідності, що було статистично достовірним тільки при відсутності ГТФ. Спостерігалася лише тенденція до зростання ЕС50. Таким чином, наявність ГТФ мала в основному значення для величини Gmax, яке відповідає максимально можливому для даної клітини кількості активних каналів. Функція власне мускаринового рецептора при десенситизації практично не змінювалася. Важливо відмітити, що при наявності ГТФ у внутрішньоклітинному розчині вищеописані зміни форми вольтамперної залежності і величини V1/2 у процесі десенситизації (рис. 6) були повністю відсутні. Така стабільність спостерігалася і для ГТФS-індукованого струму, що не дивно, оскільки у цьому випадку ГТФ для активації G-білків не потрібен.
З метою більш детального з’ясування ролі G-білків у процесі десенситизації IКАТ до піпеточного розчину додавалися різноманітні гуанінові нуклеотиди. Слід зазначити, що амплітуда, кінетика і форма вольтамперної залежності IКАТ на максимумі відповіді залишалися практично без змін, а основні ефекти нуклеотидів виявлялися тільки у часі по мірі десенситизації IКАТ (рис. 9). Десенситизація значно прискорювалася при додаванні 50 М ГДФS і сповільнювалася при додаванні 1 мМ ГТФ. Найбільше повільним був спад струму, активованого ГТФS. У цих випадках відбувалася зміна лише розміру Gmax без істотних змін положення активаційної кривої на вісі потенціалів.
Важливо також відмітити, що швидкість десенситизації залежала від мембранного потенціалу. Десенситизація була практично відсутня при 80 мВ (за винятком, коли додавався ГДФS), але значно прискорювалася при гіперполяризації мембрани (рис. 9). Це додатково підтверджувало вищезгадану гіпотезу про те, що навіть невелика концентрація активованих G-білків достатня для відкривання катіонних каналів при позитивних потенціалах.
Значний інтерес мало дослідження процесу десенситизації на рівні зміни активності поодиноких каналів. Ці експерименти проводилися в конфігурації “outside-out” із додаванням 1 мМ ГТФ до піпеточного розчину в постійній присутності 50 *М КХ у зовнішньому розчині. Для макрострумів за таких умов характерним було зменшення максимальної провідності, що звичайно інтерпретується як зменшення кількості активних каналів, без зміни інших параметрів активаційної кривої (V1/2 або k). Оскільки, як показано вище, активаційна крива визначається залежністю Ро від мембранного потенціалу (рис. 8Б), можна було очікувати постійність Ро при фіксованому потенціалі. Експериментальні результати підтверджували ці припущення. Якщо на початку експерименту у досліджуваному фрагменті мембрани виявлялося як мінімум 4 активних канали, то з часом залишався лише один активний канал, але Ро при цьому не зменшувалася. Провідність каналу також не змінювалася.

Роль підтипів мускаринових рецепторів у розвитку IКАТ
Дослідження механізмів десенситизації IКАТ дозволило створити надійну експериментальну систему для проведення кількісних фармакологічних досліджень на поодиноких ГМК. В усіх експериментах даного розділу до піпеточного розчину додавалося 1 мМ ГТФ. Аналіз базувався на вимірах величини ЕС50 для КХ до і після аплікації антагоніста мускаринових рецепторів. Задача визначення типу мускаринового рецептора, що активує катіонний канал, фактично зводилася до з’ясування ролі М2 і М3 рецепторів, тому що, як вже відзначалося, у ГМК ileum присутні лише ці два підтипи рецепторів.
Для аналізу були використані М2-селективні антагоністи метоктрамін, гімбацин і тріпітрамін і М3-селективні антагоністи p-F-HHSiD, 4-DAMP і заміфенацин. Потреба використання декількох антагоністів обумовлена відсутністю абсолютної селективності. Кількісний аналіз проводився з використанням рівняння Шилда, наведеного на рис. 10, де DR – це відношення ЕС50 при дії антагоніста і у контролі, [B] – концентрація і Kb – константа дисоціації антагоніста. На рис. 10 показано, як приклад, експеримент по визначенню величини Kb для метоктраміну і його аналіз у рамках теорії Шилда. Усі інші М2-селективні антагоністи діяли аналогічним чином, тобто спостерігався паралельний зсув концентраційної кривої без суттєвого зменшення максимальної відповіді. Це свідчило про конкурентний тип блокування, а співставлення отриманих величин констант дисоціації із відомими для зв’язування з М2 і М3 рецепторами (рис. 11) беззаперечно свідчило про принципову роль М2 рецепторів у відкриванні катіонних каналів.
Навпаки, усі М3-селективні антагоністи у низьких концентраціях значно зменшували максимальну відповідь, практично не змінюючи величину ЕС50 для КХ, а при більш високих концентраціях викликали деяке збільшення ЕС50, що можна було пояснити неселективною дією на М2 рецептори. Цікаво, що атропін, класичний неселективний конкурентний блокатор, викликав обидва типи ефектів. Як і антагоністи М2 рецепторів, атропін приводив до паралельного зсуву концентраційної кривої відповідно до Kb1 нМ і одночасно, як і антагоністи М3 рецепторів, сильно пригнічував максимальну відповідь.
Таким чином, катіонні канали відкриваються у результаті взаємодії агоніста з рецепторами M2 типу (пусковий механізм), проте одночасна активація М3 рецепторів сильно впливає на цей процес і визначає максимальну кількість функціональних каналів (дозвільний механізм).

Модель катіонного струму
Потенціалзалежність чутливості до агоністу і кінетики катіонного струму
Потенціалзалежність здатності активованих G-білків підтримувати катіонний канал у відкритому стані могла відображатися у різній чутливості до агоністу, а також у різній кінетиці струму в залежності від величини мембранного потенціалу. Дійсно, тести показали, що при зміні потенціалу від -50 до 50 мВ спостерігався значний зсув концентраційної залежності амплітуди IКАТ убік менших концентрацій КХ. Величина ЕС50 зменшувалася приблизно у 20 разів, від 11 М при -50 мВ до 0,55 М при 50 мВ. Цей ефект був цілком зворотним і легко відтворювався на одній і тій же клітині.
Зменшення уявної константи дисоціації при деполяризації, у даному випадку вірогідніше усього для реакції утворення комплексу активований G-білок/катіонний канал, теоретично повинно супроводжуватися прискоренням активації й уповільненням деактивації струму. На одній і тій же клітині КХ (50 М) подавався при потенціалах -50 і 50 мВ за допомогою надшвидкої п’езоелектричної системи. При деполяризації кінетика активації IКАТ прискорювалася приблизно у 4 рази, а кінетика деактивації IКАТ при відмиванні КХ уповільнювалася приблизно у 5 разів. Цікаво відзначити, що сумарний ефект прискорення активації й уповільнення деактивації давав чинник 20, що близько відповідає 16-20 кратному зменшенню ЕС50 при тих же потенціалах. Латентний період відповіді також залежав від мембранного потенціалу і зростав приблизно від 160 мс при 50 мВ до 360 мс при -50 мВ.
Раніше Інове і Ізенберг (1990) для формального опису потенціалзалежності катіонної провідності застосували мінімальну схему реакції, запропоновану Кастіло і Катцем (1957), відповідно до якої потенціалзалежні переходи відбуваються лише між двома станами каналу, закритим і відкритим (рис. 12, зліва). Наведені вище результати дослідження активності поодиноких каналів свідчать, що така схема є дуже сильним спрощенням реальної ситуації, тому що є принаймні два закритих і два відкритих стани каналу. Проте, для кінетики релаксацій макроструму вирішальне значення мають переходи між двома довготривалими станами, закритим (інтервал між пачками) і відкритим. Для розрахунків  (константа швидкості закривання каналу) і ’ (ефективна константа швидкості відкривання каналу) були використані дані експерименту, показаного на рис. 7. Такий аналіз показав, що при активації G-білків головним чином відбувається зменшення , що відповідає збільшенню часу життя каналу у відкритому стані (у даній схемі цей час відповідає 1/). При всіх спрощеннях, цей підхід дозволяє пояснити уповільнення релаксацій катіонного струму при одночасному паралельному зсуві активаційної кривої в область менш негативних потенціалів як єдиний процес.
Аналогічно прямій активації G-білків при дії ГТФS, збільшення концентрації КХ призводило до зменшення V1/2 і уповільненню деактивації IКАТ під час гіперполяризуючих імпульсів, а десенситизація викликала протилежні ефекти (рис. 6). І в цих випадках, у рамках вищезгаданої мінімальної схеми реакції, відбувається в основному зміна константи швидкості закривання каналу (рис. 12, нижня панель).
Математичне моделювання потенціалзалежності латентного періоду і кінетики активації, десенситизації і деактивації катіонного струму
Оскільки мембранна провідність, а отже й амплітуда току, відповідно до рівняння Больцмана (2) є нелінійною функцією V1/2, можна очікувати, що як стаціонарні вольтамперні характеристики, так і кінетика струму при зсуві V1/2 повинні істотно змінюватися. Експериментально можна було поміряти стаціонарну амплітуду IКАТ при двох різних потенціалах, V1 і V2, з високою роздільністю у часі шляхом подачі серії імпульсів з інтервалом в 1 с. Далі шляхом нескладних алгебраїчних перетворювань можна показати, що величини V1/2 і Gmax визначаються таким чином:
(3)
(4 )
де k – фактор нахилу активаційної кривої. На рис. 13А показано результат подібних розрахунків на основі вимірювання амплітуди IКАТ при -40 і -120 мВ під час аплікації 50 М КХ.
Важливою перевагою математичного опису струму є можливість його відтворення при різних потенціалах (рис. 13Б) із наступним аналізом отриманих кривих. Такий аналіз показав залежність T1/2 активації IКАТ (час досягнення 0,5Imax) (рис. 13В) і швидкості десенситизації струму (рис. 13Г) від мембранного потенціалу. У моделі також наявні як феномен “перетинання” струмів при різних потенціалах, так і залежність латентного періоду від потенціалу (рис. 13Б). Таким чином, добре відтворюються всі кінетичні властивості IКАТ, які спостерігалися у вищеописаних експериментах. Дана модель генерації IКАТ свідчить про те, що розглянуті кінетичні особливості IКАТ по своїй природі є вторинними і цілком пояснюються основним первинним процесом – зсувом кривої активації по вісі потенціалів.

Холінергічний контроль потенціалкерованого входу Ca2+
Крім відкривання катіонних каналів активація мускаринових рецепторів викликає також модуляцію потенціалкерованих Ca2+ каналів L-типу. Раніше повідомлялося, що пригнічення ICa у ГМК ileum морської свинки не чутливе до коклюшного токсину (Unno et al. 1995). За фізіологічних умов пригнічення ICa, поряд з активацією гіперполяризуючого IK(Ca) при вивільненні Ca2+ і десенситизації IКАТ може служити ще одним важливим адаптивним і захисним механізмом для обмеження входу Ca2+ у клітину при холінергічній деполяризації.
Метою даних досліджень було з’ясування участі G-білків і порівняння ефектів КХ у відсутність ГТФ і при його додаванні до піпеточного розчину у процесі десенситизації при повторних аплікаціях КХ.
Для визначення типу G-білка, що викликає пригнічення ICa при активації мускаринових рецепторів, використовувався коклюшний токсин, який селективно інактивує G-білки сімейств Gi/Go (Katada & Ui, 1982), роз’єднуючи їх зв’язок із рецептором. Коклюшний токсин блокував IКАТ і не впливав на амплітуду ICa у контролі, тобто у відсутності КХ (рис. 14). У 23 клітинах ICa у контрольній групі був -474±48 пА (n =11), а після обробки клітин токсином амплітуда ICa складала -384±55 пА (P>0,2). Амплітуда IКАТ при аплікації КХ (50 М) у цих клітинах була -776±154 пА (n=11) і -29±12 пА, відповідно (P

Нашли опечатку? Выделите и нажмите CTRL+Enter

Похожие документы
Обсуждение

Оставить комментарий

avatar
  Подписаться  
Уведомление о
Заказать реферат!
UkrReferat.com. Всі права захищені. 2000-2020